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UT9 C - Técnicas de visualización de bacterias - Contenido educativo

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Subido el 5 de abril de 2026 por Pedro M.

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Bien, vamos a empezar la última parte del tema 3 sobre las técnicas de visualización de microorganismos. 00:00:00
En concreto vamos a ver las técnicas de tinción y de observación de bacterias. 00:00:08
Hemos ido viendo en los apartados anteriores que es muy importante para poder identificar qué bacteria está causando la patología de un paciente 00:00:12
observar microscópicamente las bacterias en las muestras biológicas, 00:00:22
biológicas, observar los agrupamientos, la morfología que tienen las bacterias, si existe o no existe 00:00:27
movilidad. Vamos a ver también que es muy importante las propiedades tintoriales. Dependiendo de las 00:00:33
propiedades tintoriales de la bacteria las podremos clasificar según si son positivas o negativas para 00:00:40
determinadas tinciones y todo esto nos va a ayudar a identificar qué bacterias están produciendo la 00:00:48
enfermedad del paciente. Por tanto, en este apartado vamos a ver las técnicas de tinción 00:00:54
que nos van a permitir observar microscópicamente los agentes etiológicos de la patología del 00:01:00
paciente. Para observar las bacterias existen dos aproximaciones fundamentales. La primera es lo que 00:01:10
llamamos el examen en fresco. El examen en fresco es preparaciones sin teñir, no vamos a aplicar 00:01:21
ninguna tinción y vamos a observar las bacterias tal cual son. Normalmente las bacterias están 00:01:27
vivas, no hay que fijarlas y por tanto podremos observar una serie de características que poseen 00:01:34
las bacterias vivas, por ejemplo la movilidad, si poseen o no flagelos, si se pueden o no se pueden 00:01:43
mover etcétera etcétera normalmente para hacer exámenes en fresco añadimos entre porta y cubre 00:01:48
un o entre porta y cubre una gota de la muestra del paciente que contiene las bacterias también 00:01:56
se puede utilizar lo que llamamos la gota pendiente la gota la técnica de la gota colgante 00:02:03
o gota pendiente lo que hacemos es sobre el cubre objetos añadimos una gota de la muestra del 00:02:10
paciente y la ponemos boca abajo sobre un porta excavado. Todo esto lo veremos en prácticas, 00:02:16
¿de acuerdo? Los exámenes en fresco que nos permiten sobre todo observar la morfología, 00:02:24
la cantidad de microorganismos y principalmente se utiliza para estudiar la movilidad de los 00:02:30
microorganismos. Normalmente el examen en fresco no se suele realizar y se suele abordar la 00:02:36
observación de las bacterias en preparaciones coloreadas, es decir, vamos a utilizar 00:02:44
colorantes. Estos colorantes pueden ser de dos tipos, pueden ser colorantes vitales, de tal manera 00:02:50
que se van a introducir dentro de las bacterias, las bacterias van a estar vivas y coloreadas, o 00:02:58
sobre las bacterias fijadas, previamente fijadas, a las cuales les aplicamos una serie de colorantes 00:03:05
y tinciones, técnicas de tinciones para aumentar el contraste. 00:03:14
Tanto la coloración vital como las técnicas de tinción que vamos a ver ahora 00:03:20
se utilizan eso para aumentar el contraste del medio que rodea a las bacterias 00:03:25
y por tanto mejorar la calidad de visualización de las bacterias. 00:03:29
Es verdad que también se pueden utilizar otros tipos de microscopía 00:03:35
aparte de la microscopía normal, la microscopía óptica normal 00:03:39
como es la microscopía de fluorescencia, la microscopía de contraste de fases o incluso 00:03:43
la microscopía electrónica, pero lo normal es realizar tinciones específicas y observar 00:03:49
en el microscopio óptico. Para poder realizar el examen microscópico de una bacteria normalmente 00:03:56
todos los protocolos siguen tres pasos. El primer paso es la preparación del frotis, 00:04:05
Es decir, vamos a hacer una extensión de la muestra del paciente que contiene los microorganismos y una vez ya tengamos la extensión la vamos a fijar. 00:04:12
Esta fijación puede ser de varios tipos. Normalmente suele ser con calor, vamos a flamear el porta debajo de la llama del mechero y así se va a fijar al porta, pero también puede ser utilizando agentes químicos. 00:04:22
Pueden ser alcoholes, por ejemplo, el etanol o algunas cetonas como la acetona. 00:04:38
Y una vez ya hemos hecho la extensión y hemos realizado la fijación de la muestra al portaobjetos, entonces realizamos el protocolo de tinción más idóneo para nuestro estudio. 00:04:45
dependiendo de la muestra si tenemos las bacterias por ejemplo en medio líquido 00:04:57
lo que se suele hacer la extensión el frotis se suele hacer cogiendo con el asa de siembra 00:05:04
después de flamearla y esterilizarla cogemos una pequeña cantidad del medio de cultivo del 00:05:11
medio líquido y la extendemos haciendo pequeños movimientos circulares sobre la superficie del 00:05:17
portaobjetos la extendemos para posteriormente fijarla. Si en lugar de proceder de un medio 00:05:23
líquido viene de un medio sólido por ejemplo una colonia crecida en agar en medio sólido lo que 00:05:32
hacemos es con el asa recogemos la colonia la diluimos un poquito en suero fisiológico del 00:05:39
que preparamos el otro día en el laboratorio esa solución salina 0,9% y realizamos nuevamente 00:05:46
con el mismo asa con movimientos circulares hacemos la extensión del frotis una vez conseguida 00:05:53
la extensión le hemos dicho que el siguiente paso es la fijación la fijación podemos realizar en el 00:06:01
mechero acordaos que tenemos unas pinzas de madera para coger el porta y por tanto aumentando así 00:06:07
nuestra seguridad dependiendo del protocolo de tensión fijaremos con calor o fijamos bien 00:06:13
secando al aire o utilizando compuestos químicos, alcoholes o acetona. Una vez fijada, ya fijadas 00:06:20
las muestras, se puede decir que el porta está preparado para las técnicas de tinción. Tenemos 00:06:30
dos tipos de técnicas de tinción, pero las que más se utilizan son las tinciones cromogénicas. 00:06:38
Las tinciones cromogénicas se denominan así porque vamos a utilizar colorantes, o sea, compuestos químicos que suelen ser orgánicos, que son cromogénicos, es decir, aportan color. 00:06:45
Los colorantes que más se utilizan son derivados de unas moléculas con anillos aromáticos llamadas anilinas. 00:06:59
Y estas anilinas pueden ser de varios tipos dependiendo de la carga. 00:07:06
tenemos colorantes ácidos o aniónicos con carga negativa 00:07:11
y como tienen carga negativa 00:07:16
se van a unir y van a teñir estructuras de la célula 00:07:18
con carga positiva 00:07:22
por ejemplo las proteínas citoplasmáticas 00:07:25
¿de acuerdo? 00:07:27
de tal manera que en concreto para las bacterias 00:07:30
estos colorantes ácidos o aniónicos 00:07:34
van a teñir muy bien el citoplasma de las bacterias 00:07:37
pero tienen un problema. El problema es que no se unen muy bien a la pared bacteriana. 00:07:41
Ejemplos de colorantes tipo anilinas ácidos son el rojo congo, la fucsina ácida, la eosina y el 00:07:47
rosa de bengala. Va bien conocerlos porque los utilizaremos en el laboratorio. Los cuatro, rojo 00:07:57
congo, fucsina ácida, la eosina y el rojo de bengala. Por otro lado, hablamos de colorantes 00:08:03
básicos o cationicos aquellos que están cargados positivamente por tanto se unirán muy bien e 00:08:11
interaccionarán y tiñirán muy bien aquellos componentes de la célula que tengan carga 00:08:17
negativa especialmente los ácidos nucleicos y la pared celular algunos colorantes básicos que 00:08:23
también nos suenan de prácticas son el cristal violeta el azul de metileno la fucsina básica 00:08:30
la safranina y el verde malaquita también hay que conocerlos todos ellos y después tenemos una serie 00:08:37
de colorantes que llamamos neutros o anfóteros que normalmente suelen ser mezclas de un componente 00:08:46
ácido y un componente cationico de acuerdo de tal manera que estos neutros o anfóteros van a teñir 00:08:53
tanto estructuras ácidas como estructuras básicas es decir cargadas positiva como negativamente de 00:09:00
acuerdo? Es importante recalcar que además de los colorantes en estas cinciones cromogénicas vamos 00:09:06
a utilizar en muchas ocasiones lo que llamamos compuestos que llamamos mordientes. Los mordientes 00:09:14
no son colorantes en sí, son sustancias químicas que vamos a utilizar para potenciar y favorecer 00:09:20
la unión del colorante a las estructuras de la célula. Entonces, gracias a los mordientes el 00:09:28
colorante va a teñir mucho mejor la muestra. ¿Qué tipos de tinciones se suelen utilizar en 00:09:35
bacteriología? Pues todas estas que tenemos aquí y las tenemos que conocer. Las vamos a ir estudiando 00:09:45
aunque sea de pasada, muchas de ellas las haremos en prácticas. Por un lado tenemos las tinciones 00:09:52
simples. Una tinción simple es aquella tinción en la que voy a utilizar un único colorante. 00:09:57
por ejemplo podemos hacer la tinción con azul de metileno que se utiliza muchísimo 00:10:02
o la tinción con nigrosina, la tinción con nigrosina 00:10:09
esta de aquí, la de azul de metileno es una tinción positiva 00:10:12
vamos a teñir las bacterias 00:10:17
la tinción con nigrosina es parecida a la tinción con tinta china, tinta Parker 00:10:19
que son tinciones negativas 00:10:23
se va a teñir muy bien el fondo pero no las bacterias 00:10:25
de tal manera que vamos a poder distinguir 00:10:29
Por ejemplo, con nigrosina se utiliza mucho para distinguir flagelos, flagelos y las cápsulas de las bacterias. 00:10:31
Tinciones simples. 00:10:39
En segundo lugar tenemos las tinciones diferenciales. 00:10:41
Las tinciones diferenciales vamos a utilizar más de un colorante, normalmente dos, uno básico y otro ácido. 00:10:43
Un colorante, que es el colorante importante, y una contratinción, para contrateñir el resto de estructuras. 00:10:51
Las vamos a ver ahora. 00:10:59
¿Por qué se le llaman diferenciales? Porque nos va a permitir diferenciar unas bacterias de otras dependiendo de su estructura. 00:11:00
Tinciones diferenciales, las más importantes son la tinción gram, que nos va a dividir las bacterias en gram positivas y gram negativas, 00:11:10
la extinción de cialnísel, que ya la hemos oído y ya la hemos visto en clase, aunque sea de pasada, 00:11:17
que va a atendir las bacterias BAAR, las bacterias ácido-alcohol resistentes. 00:11:24
Estas tinciones las haremos en el laboratorio y las vamos a detallar a continuación 00:11:30
Por otro lado, además de las tinciones simples y tinciones diferenciales 00:11:35
tenemos las tinciones estructurales 00:11:39
Estas tinciones no se suelen utilizar de rutina 00:11:41
y nos permiten colorear determinadas estructuras 00:11:44
y ver si las bacterias tienen determinadas estructuras en su interior 00:11:49
Tenemos la tinción de cápsulas, la tinción de flagelos, la tinción de endosforas, etc. 00:11:53
Y por último tenemos las tinciones fluorescentes. A diferencia de las anteriores, no vamos a utilizar compuestos colorantes cromogénicos, sino que vamos a utilizar colorantes fluorescentes. 00:11:59
Utilizaremos colorantes fluorescentes para aumentar mucho la sensibilidad. Los ejemplos son la tinción de auramina y la tinción de naranja de acridina. 00:12:16
¿De acuerdo? Vamos a ir detallando una a una estas cinciones, viendo un poco el protocolo por encima, porque luego la realizaremos en prácticas, pero sí haciendo hincapié en los puntos clave de cada una de estas cinciones. 00:12:27
Las cinciones que más se utilizan de forma rutinaria son las cinciones diferenciales. 00:12:44
Las cinciones simples, ya hemos dicho, se utiliza un solo colorante. 00:12:51
¿De acuerdo? 00:12:55
Bien, en solución acuosa o en solución alcohólica, dependiendo del colorante. ¿Para qué se utilizan? Se utilizan para estudiar en general qué bacteria hay ahí, es decir, la morfología individual, son bacilos, son cocos, son vibrios, espirilos, espiroquetas, si hay algún tipo de agrupamiento, son estreptos, son estafilo, porque forman, tenemos arcinas, etc., etc. 00:12:56
Y si existe más de un tipo de bacterias distintas en la muestra, por ejemplo, cocos y bacilos. Más allá de la morfología y los agrupamientos, este tipo de tinciones simples no nos permiten más información. 00:13:24
Las que más se utilizan son la tinción con azul de metileno y la tinción con fucsina. La de azul de metileno tiñe las bacterias de un color púrpura, oscuro, azul oscuro, púrpura, y la fucsina de un rojo, rosaceo, fucsia, que se ven muy bien. 00:13:40
Aquí, por ejemplo, tenemos en la imagen de la izquierda, esta es una tinción con azul de metileno y se observa claramente que son cocos y yo diría que son diplococos, parece que van en grupos de dos, diplococos, ¿de acuerdo? Si os acordáis del otro día, los diplococos son típicos del género Neisseria. 00:14:01
en cambio aquí tenemos la tinción con nigrosina que ya hemos dicho que es una tinción negativa 00:14:19
por tanto aquí la nigrosina tiñe el fondo no puede penetrar dentro de las bacterias 00:14:27
y esto nos permite por ejemplo distinguir que tenemos bacterias de tipo coco pero que además son capsulados 00:14:31
si veis este borde refulgente que hay alrededor de estas bacterias es la cápsula 00:14:38
por tanto la nigrosina al ser un colorante aniónico no puede penetrar en las bacterias 00:14:43
Es repelido por la pared celular y constituye una, bueno, pues una tensión negativa que se utiliza mucho para visualizar cápsulas, flagelos u otras bacterias que son difíciles de teñir, ¿vale? 00:14:49
Como por ejemplo los espirilos, que no se teñen bien ni con la tensión Gram, ni con la tensión Ciel-Missel, etcétera, etcétera. 00:15:05
Tensiones simples. 00:15:13
Entrando en las cinciones diferenciales, ya hemos dicho que al menos esas cinciones van a utilizar un par de colorantes 00:15:14
Y la mayoría de ellos, además de los dos colorantes, van a utilizar un mordiente 00:15:21
De esta manera, gracias a la utilización de dos colorantes 00:15:27
Podemos diferenciar grupos de bacterias aunque la morfología y los agrupamientos sean idénticos 00:15:34
Podemos tener dos tipos de cocos que los vamos a poder diferenciar si unos son cocos gram positivo y los otros son gram negativo. 00:15:43
Por tanto, vamos a poder diferenciar grupos de bacterias en función de sus propiedades tintoriales. 00:15:52
La tinción gram se utiliza muchísimo y la haremos en el laboratorio y tenemos que dominarla. 00:16:01
De hecho, es el primer paso en los protocolos de identificación bacteriana. 00:16:09
Lo primero que hacemos con una muestra es una extensión y un gram, para ver si son gram positivos o son gram negativos. 00:16:16
Gracias a esta tinción gram, se pueden dividir el 80% aproximadamente de las bacterias en dos grandes grupos. 00:16:22
Las bacterias gram positivas, que se van a teñir de un color púrpura, violaceo oscuro, azul, 00:16:30
y las gran negativas de un color rosáceo rojizo intenso, ¿de acuerdo? 00:16:37
Es muy importante esta tinción porque una incorrecta interpretación puede hacer variar el número de pruebas 00:16:43
que tengamos que realizar a la muestra del paciente. 00:16:51
Es decir, ya hemos dicho que es el primer paso en la identificación de la bacteria, es la tinción gram. 00:16:55
Entonces es muy importante que la hagamos bien y que digamos, 00:17:01
identifiquemos si realmente son gran positivas o gran negativas 00:17:04
porque de ese resultado 00:17:07
dependen las pruebas que tenemos que hacer posteriormente 00:17:09
para llegar a la identificación final de las bacterias 00:17:13
también es muy útil realizar las sobre extensiones 00:17:16
obtenidas directamente de la propia muestra 00:17:23
muchas veces la muestra extraemos el paciente 00:17:25
intentamos hacer un cultivo puro 00:17:29
lo cultivamos y luego lo teñimos 00:17:31
Pero muchas veces directamente de la propia muestra, por ejemplo un esputo de un paciente o de un exudado, obtenemos una muestra y hacemos rápidamente una tinción gram que pueda guiar el diagnóstico al patólogo. 00:17:34
Por ejemplo, esto es una muestra sanguínea, si os dais cuenta estos son neutrófilos y esto es Neisseria gonorrae que está dentro de unos neutrófilos porque es un parásito intracelular. 00:17:48
sabiendo ya que son 00:18:00
Neisseria es 00:18:02
gran negativa 00:18:04
sabiendo que tenemos cocos 00:18:05
gran negativos dentro de los 00:18:07
neutrófilos, esto ya es una pista muy 00:18:10
clara para que el patólogo 00:18:12
pueda empezar a 00:18:14
elucubrar un diagnóstico 00:18:15
y las pruebas posteriores 00:18:18
aquí tenemos Streptococcus pneumoniae 00:18:19
por ejemplo el líquido cefalorraquídeo 00:18:22
también formando 00:18:24
diplococos 00:18:24
en este caso, ¿de acuerdo? 00:18:27
¿Cuál es el procedimiento de la tensión gram? 00:18:29
Una vez realizada la extensión y la fijación de la muestra 00:18:35
lo que hacemos es añadir el primer colorante 00:18:38
que es el cristal violeta 00:18:41
El cristal violeta tiene la capacidad de penetrar en el interior de las bacterias 00:18:42
de tal manera que todas las bacterias que tengamos en el porta 00:18:48
todas se van a teñir de color violeta 00:18:51
¿De acuerdo? 00:18:53
El segundo paso es añadir el mordiente 00:18:55
El mordiente es el Lugol 00:18:58
El Lugol que es una solución de yodo 00:18:59
Este luego lo que va a hacer es que el colorante cristal violeta se una íntimamente a las estructuras de la célula y no difunda fuera de ellas, sino que quede en el interior. 00:19:01
En el tercer paso, el tercer paso es un paso de decoloración. 00:19:14
Vamos a decolorar las bacterias. 00:19:19
Y las únicas bacterias que se van a poder decolorar son aquellas bacterias que tienen la pared débil, mucho más débil. 00:19:20
es decir, la pared de las gram negativas. Si os acordáis, tiene una capa de peptidoglicano muchísimo más delgada, de tal manera que con esta solución de decoloración, que es la que preparamos en prácticas hace unos días, 00:19:31
alcohol acetona, si os acordáis 00:19:45
va a producir que aquellas bacterias que son gram negativas 00:19:49
se produzca su decoloración 00:19:53
y el cristal violeta sale 00:19:59
fuera de las células, pierden 00:20:02
esta coloración púrpura, mientras que las que sean gram positivas 00:20:06
no pierden la coloración, ¿de acuerdo? y mantienen su 00:20:11
coloración púrpura el último paso es una la aplicación de una contratinción para teñir 00:20:14
estas bacterias gran negativas y poderlas distinguir también y añadimos safran safranino 00:20:22
de tal manera que el resultado final es aquellas bacterias que sean gran positivas tendrán esta 00:20:29
coloración púrpura aquí estamos viendo cocos gran positivos que están mezclados con vacilos 00:20:35
gram-negativos. ¿De acuerdo? Esta tabla es importante. No está en los apuntes, pero la 00:20:42
tenéis aquí. Esta tabla es muy importante, de tal manera que tendríamos que saber qué géneros de 00:20:52
bacterias, que los vamos a ir viendo a lo largo de todo el curso, habría que aprenderse ya cuáles 00:20:58
de estos géneros son gram-positivo y cuáles son gram-negativo. Gram-positivo, estafilococcus, 00:21:04
Streptococcus, Colirnebacterium, Lactobacillus, Listeria, Clostridium, Enterococcus, Bacillus, Nocardia, Actinomyces y Propinebacterium. 00:21:09
Las gran negativas, prácticamente todas las enterobacterias que ya las veremos, Escherichia coli, Enterobacter, Sigela, Salmonella, Proteus, Citrobacter, Yersinia, Hemophilus, Influenza, por ejemplo, Klebsiella, Serratia helicobacter 00:21:18
Y otras, legionela, campylobacter, francisela, bordetela, pasterela, las pseudomonas, brucela y neisseria. 00:21:36
¿De acuerdo? Todas estas son gram negativas. 00:21:46
Hay que conocerlas y hay que saber cuáles son gram positivas y cuáles son gram negativas. 00:21:49
Pero ya sabemos que hay alrededor de un 10-15-20% de las bacterias que no se tiñen con la tinción gram. 00:21:55
Por tanto, no son ni gran positivas ni gran negativas debido a que tienen otro tipo de pared celular. 00:22:06
Son las que llamamos las bacterias ácido-alcohol resistentes. 00:22:11
Para poder visualizar las bacterias ácido-alcohol resistentes, 00:22:16
utilizaremos una tinción diferencial que es la tinción de Ciel-Missel. 00:22:20
Nos va a permitir distinguir este tipo de bacterias que son resistentes a la decoloración por una solución ácido-alcohol, 00:22:24
alcohol, que también la preparamos el otro día en el laboratorio si recordáis. ¿Qué bacterias ácido 00:22:34
alcohol resistente importantes? Tenemos que saber, mycobacterium, tuberculosis y leprae, 00:22:41
el mycobacterium es el causante de la tuberculosis y de la lepra, pero también tenemos 00:22:51
la enocardias y actinomices que son bar ácido alcohol resistentes y algunos protozoos como 00:22:58
cristosporidium de acuerdo hay que conocerlos también y hay que saber que son ácido alcohol 00:23:05
resistentes ya vimos cuando estuvimos viendo las estructuras de las paredes que la característica 00:23:12
fundamental de la pared de estas bacterias es que tiene una elevada proporción de ácidos micólicos 00:23:21
que son ácidos grasos ramificados muy largos, de 50 a 90 átomos de carbono, o sea que son muy grandes, muy muy largos, y están mezclados también en su pared con determinadas ceras, ¿de acuerdo? 00:23:28
De tal manera que esta elevada cantidad de ácidos grasos, de ceras, hacen que la pared sea muy grasa, y por tanto se tiña muy mal con la tinción Gram, ¿de acuerdo? 00:23:41
Del mismo modo que la tinción gram, la tinción ciel-níxel también tiene tres fases. 00:23:52
La primera es una tinción en caliente, en caliente con fucsina fenicada. 00:23:59
De tal manera que al aumentar la temperatura, las grasas se licúan, las grasas de la pared se licúan, 00:24:05
las ceras se licúan y permiten que la fucsina fenicada entre con más facilidad. 00:24:14
¿De acuerdo? 00:24:20
El siguiente paso es la decoloración en frío con una solución ácido-alcohol, de tal manera que todas las bacterias que no tengan ácidos micólicos y ceras se van a decolorar, ¿de acuerdo? 00:24:20
Y por último haremos la tensión de contraste con azul de metileno, de tal manera que aquí lo tenemos en un esquemita, vamos a producir una primera coloración inicial, todas ellas con fucsina, ¿de acuerdo? Entonces todas las bacterias se van a teñir de este color fucsia, rosáceo, tanto las ácidos alcohol resistentes como las que no son ácidos alcohol resistentes. 00:24:36
después tenemos el paso de decoloración 00:24:59
de manera que estas bacterias van a perder la fucsina 00:25:02
pero las ácido-alcohol resistentes no 00:25:05
y después la coloración de contraste 00:25:08
que lo vamos a realizar con azul de metileno 00:25:11
de tal manera que estas bacterias que se han decolorado 00:25:15
van a adquirir esta coloración violácea oscura 00:25:17
azul oscuro, ¿de acuerdo? 00:25:23
ya sabemos que la solución de decoloración 00:25:25
es una solución al 3% de ácido clorhídrico concentrado en etanol, ¿de acuerdo? 00:25:28
Aquí tenemos un ejemplo, ¿de acuerdo? 00:25:36
Esto es una muestra de un esputo y a mí me parece que estos son Mycobacterium tuberculosis, ¿de acuerdo? 00:25:39
Ya hemos visto las tensiones simples, hemos visto las tensiones diferenciales. 00:25:51
En cuanto a las finciones estructurales, aquí lo que buscamos es una estructura concreta. 00:25:56
Identificar si la bacteria tiene o no tiene una estructura concreta que nos ayude en el proceso de identificación. 00:26:04
Los flagelos. Los flagelos son difíciles de teñir porque son muy delgados, muy finos. 00:26:12
Además, en el proceso de fijación se suelen retraer y se suelen pegar a la pared. 00:26:18
De tal manera que es difícil observar estos flagelos que vemos aquí en estas bacterias de la imagen. 00:26:24
Para ello, lo que se suelen utilizar son compuestos químicos que van a recubrir el flagelo aumentando su grosor. 00:26:30
Aumentan su grosor para que se pueda visualizar mejor. 00:26:38
Este es el caso de la tinción de Leifson, que utiliza el ácido tánico. 00:26:42
el ácido tánico se va a unir al flagelo aumentando su grosor y va a permitir que la fucsina tiña mejor ese flagelo, ¿de acuerdo? 00:26:46
Para la tinción de Leifson utilizamos el colorante de Leifson, que bueno, no es ni más ni menos que una mezcla de fucsina en etanol 00:26:58
junto con ácido tánico y sal clorosódico en agua destilada, ¿de acuerdo? 00:27:05
Luego tenemos también la tinción de Rhodes, pero en este caso en lugar de ácido tánico utilizamos nitrato de plata y en lugar de fucsina utilizamos nitrato de plata y un mordiente también, de tal manera que los flagelos se van a ver de color oscuro, de color negro, negruzco. 00:27:12
¿De acuerdo? Las endosporas, muy importante. Si queremos saber si tenemos bacterias con endosporas, os recuerdo algunas de ellas, ya las estuvimos viendo en diapositivas anteriores y tenemos que conocer por lo menos algunas de las que tienen, por ejemplo, el Clostridium, tiene endosporas, Clostridium botulinum, ya sabemos que las esporas poseen unas cubiertas muy impermeables. 00:27:30
Ya estuvimos viendo su estructura, por lo que requieren de tinciones con calor que favorezcan que los colorantes puedan entrar. 00:27:58
La que más se utiliza, la tinción de Birch Calkin. 00:28:06
La tinción de Birch Calkin utiliza como colorante una solución de verde malaquita al 5%, ¿de acuerdo? 00:28:10
Y la vamos a teñir sobre el mechero, el frotis, lo vamos a ir teñiendo sobre el mechero hasta que veamos que se emiten vapores, ¿de acuerdo? Cuando se empiezan a emitir vapores significa que eso nos indica, es indicativo de que el verde malaquita ha penetrado, está penetrando dentro de las endosporas. 00:28:18
lo que se puede hacer además es lavar la muestra después de la tinción con verde malaquita 00:28:39
y hacer una contratinción con safranina 00:28:47
es una tinción de contraste de tal manera que las esporas van a quedar de un color verde 00:28:50
muy bonito y el citoplasma de las bacterias va a quedar de un color rosace 00:28:56
de acuerdo a las formas vegetativas 00:29:00
aquí vemos un ejemplo de tinción 00:29:03
estas son ya endosporas libres que las han liberado 00:29:05
pero si nos fijamos aquí hay bacterias que todavía la tienen dentro la endospora 00:29:09
y gracias a la tinción con safranina podemos ver la localización de las endosporas. 00:29:16
Acordaos que podemos clasificar las bacterias dependiendo de la localización de las endosporas en varios tipos. 00:29:23
Por último tenemos las tinciones fluorescentes. 00:29:33
Las tinciones fluorescentes las vamos a utilizar cuando necesitemos mayor sensibilidad. 00:29:36
Porque la fluorescencia, a diferencia de los compuestos cromogénicos, tienen con mucha mayor especificidad 00:29:41
y se observan con mucha mayor nitidez y sensibilidad, ¿de acuerdo? 00:29:49
Podemos utilizar tinciones directas o tinciones indirectas. 00:29:56
Las tinciones directas, vamos a utilizar colorantes fluorescentes, ponemos el colorante, 00:30:01
el colorante se une a determinadas estructuras de tal manera que esas estructuras ahora las vamos 00:30:07
a ver en un microscopio de fluorescencia y las veremos fluorescentes. Dos ejemplos son la tinción 00:30:14
de auramina y la tinción con naranja de acridina que se utilizan mucho en microbiología. ¿De acuerdo? 00:30:20
Ambos compuestos son fluorescentes. Podemos hacer también tinciones indirectas en las cuales no 00:30:28
vamos a utilizar colorantes fluorescentes directamente sino que vamos a utilizar anticuerpos 00:30:36
marcados es decir vamos a utilizar también se le llaman técnicas de inmunofluorescencia 00:30:42
inmunofluorescencia porque utilizamos anticuerpos que van a reconocer epítopos concretos estructuras 00:30:48
concretas dentro de la bacteria y son los anticuerpos los que van marcados con fluorocromos 00:30:55
De tal manera que empleando anticuerpos podemos detectar cualquier tipo de epítopo de la bacteria, ¿de acuerdo? 00:31:01
La uramina, la tensión con la uramina se une muy bien a los ácidos micólicos y por tanto se utiliza mucho, se utiliza muchísimo en comparación con la tensión Ciel-Missel para la identificación de bacterias ácido-alcohol resistentes. 00:31:12
La uramina se va a unir a los ácidos micólicos y se utiliza mucho para las micobacterias, sobre todo para el diagnóstico de micobacterium tuberculosis. 00:31:32
Ya sabemos que la uramina también va a resistir la decoloración con ácido de alcohol. 00:31:43
¿De acuerdo? Como en este caso, como tinción de contraste, se va a utilizar una solución de permanganato potásico al 0,5%. 00:31:48
el permanganato además de eliminar la fluorescencia de fondo 00:31:57
nos va a producir un fondo oscuro, casi negro 00:32:02
de tal manera que se va a observar muy bien la uramina 00:32:05
si conseguimos muestras con micobacterias 00:32:08
vamos a realizar esta tinción de uramina 00:32:13
en el microscopio de fluorescencia 00:32:16
porque se ve muy bien y es muy bonita 00:32:18
para decir que una muestra es negativa 00:32:19
tenemos que observar al menos 30 campos consecutivos 00:32:22
Si en los 30 campos no detectamos fluorescencia, pues entonces diremos que el paciente es negativo, ¿de acuerdo? Muy bien. Así se vería el campo, ¿de acuerdo? Esto es un campo del microscopio y así se verían las bacterias, de este color amarillento verdoso. 00:32:27
a diferencia de la uramina que se une a los ácidos micólicos 00:32:47
el naranja de acridina se utiliza como tinción selectiva y diferencial de los ácidos nucleicos 00:32:52
el naranja de acridina se va a unir a los ácidos nucleicos 00:33:00
y tiene esta coloración fluorescente naranja muy característica 00:33:03
De tal manera que los microorganismos se van a observar con este color anaranjado 00:33:11
Mientras que las células de otros tejidos o células que estén contaminando la muestra 00:33:18
Se van a ver de este color amarillento-verdoso 00:33:24
¿De acuerdo? 00:33:28
Y bien, con estas técnicas de tinción fluorescente damos por concluido el tema 3 00:33:34
Idioma/s:
es
Materias:
Biología, Ciencias, Ciencias Naturales
Etiquetas:
Medioambiente, Buenas prácticas, Agua
Niveles educativos:
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  • Formación Profesional
    • Ciclo formativo de grado superior
      • Primer Curso
      • Segundo Curso
Autor/es:
Pedro Melgar-Rojas
Subido por:
Pedro M.
Licencia:
Todos los derechos reservados
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Fecha:
5 de abril de 2026 - 13:06
Visibilidad:
Clave
Centro:
IES BENJAMIN RUA
Duración:
33′ 45″
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1.78:1
Resolución:
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